Индукция каспазного каскада в условиях УФ-А-облучения роговицы в эксперименте
Ключевые слова:
УФ-А-облучение роговицы, апоптоз, каспаза-3, каспаза-8, аспаза-9Аннотация
Одним из основных патогенетических факторов воздействия на роговицу в условиях выполнения ультрафиолетового
(УФ) кросслинкинга роговичного коллагена является излучение ультрафиолета c длиной волны 370 нм. К числу развивающихся в послеоперационном периоде кросслинкинг-индуцированных осложнений относят гибель кератоцитов.
Цель. Оценить экспрессию факторов апоптоза каспазы-3, -8 и -9 кератоцитами после УФ-А-облучения роговицы крыс.
Материал и методы. Эксперимент проведен с использованием беспородных крыс-самцов (n=10): 1-я группа (n=5) —
контрольная (интактные), 2-я (n=5) — опытная, где проведено УФ-А-облучение деэпителизированной роговицы с длиной волны 370 нм, мощностью 3 мВт/см2 в течение 10 мин. На 14-е и 30-е сутки животных выводили из эксперимента, глазные яблоки подвергали морфологическому (окраска гематоксилином и эозином), иммуногистохимическому (каспаза-3, -8, -9) исследованию. Проводили подсчет количества позитивно окрашенных кератоцитов в основном веществе роговицы в полях зрения из расчета на 100 клеток и выражали в процентах. Для оценки статистической значимости различий количественных показателей между исследуемыми выборками использовали U-критерий Манна–Уитни. Определяли медиану и квартили [Q25; Q75].
Результаты. Численность каспаза-3+ кератоцитов собственного вещества между интактной и опытной группами не имела статистически значимых различий (р≥0,05). Динамика численности каспаза-8+- и каспаза-9+-клеток на 14-е сутки в опытной группе демонстрировала достоверное повышение по сравнению с контролем (р=0,0002; р=0,0002 соответственно). Спустя 30 суток количество каспаза-8+-клеток снижалось до значений интактных животных, а численность каспаза-9+-клеток превышала значения группы контроля на 12% (р=0,0002).
Выводы. Проведенные исследования показали, что УФ-А-облучение деэпителизированной роговицы крыс длиной волны 370 нм (3 мВт/см2, 10 мин) способствовало увеличению количества позитивных кератоцитов к каспазе-8 и -9, опосредующих внешний и внутренний пути апоптоза. Численность каспаза-3+-кератиноцитов оставалась без изменений. Оценка выраженности и патогенетические последствия клеточной гибели в роговице после ее УФ-А-облучения требуют дальнейших экспериментальных наблюдений.
Библиографические ссылки
1. Wollensak G., Spoerl E., Seiler T. Riboflavin/ultraviolet-a-induced collagen crosslinking for the treatment of keratoconus. Am J Ophthalmol. 2003;135(5): 620–627. doi: 10.1016/s0002-9394(02)02220-1
2. Бикбов М.М., Халимов А.Р., Усубов Э.Л. Ульграфифиолетовый кросслинкинг роговицы. Вестник РАМН. 2016;71(3): 224–232. Bikbov MM, Khalimov AR, Usubov EL. Ultraviolet Corneal Crosslinking. Annals of the Russian Academy of Medical Sciences. 2016;71(3): 224–232. (In Russ.) doi: 10.15690/vramn562
3. Бикбов М.М., Суркова В.К., Халимов А.Р., Усубов Э.Л. Результаты лечения пеллюцидной маргинальной дегенерации роговицы методом роговичного кросслинкинга. Вестник офтальмологии. 2017;133(3): 58–66. Bikbov MM, Surkova VK, Khalimov AR, Usubov EL. Results of corneal crosslinking for pellucid marginal corneal degeneration. Russian Annals of Ophthalmology. 2017;133(3): 58–66. (In Russ.) doi: 10.17116/oftalma2017133358-64
4. Халимов А.Р., Усубов Э.Л. Морфологическая оценка изменений в роговице экспериментальных животных после ультрафиолетового кросслинкинга. Точка зрения. Восток–Запад. 2021;1:66–69. Khalimov AR, Usubov EL. Morphological assessment of changes in the cornea of experimental animals after ultraviolet corneal crosslinking. Point of view. East–West. 2021;1:66–69. (In Russ.) doi: 10.25276/2410-1257-2021-1-66-69
5. Vanden Berghe T, Linkermann A, Jouan-Lanhouet S, Walczak H, Vandenabeele P. Regulated necrosis: the expanding network of non-apoptotic cell death pathways, Nature reviews. Mol Cell Biol. 2014;15(2): 135–147. doi: 10.1038/nrm3737
6. Annibaldi A, Wicky John S, Vanden Berghe T, Swatek KN, Ruan J, Liccardi G, Bianchi K, Elliott PR, Choi SM, Van Coillie S, Bertin J, Wu H, Komander D, Vandenabeele P, Silke J, Meier P. Ubiquitin-Mediated Regulation of RIPK1 Kinase Activity Independent of IKK and MK2. Mol Cell. 2018;69(4): 566–580. doi: 10.1016/j.molcel.2018.01.027
7. Дятлова А.С., Дудков А.В., Линькова Н.С., Хавинсон В.Х. Молекулярные маркеры каспаза-зависимого и митохондриального апоптоза: роль в развитии патологии и в процессах клеточного старения. Успехи современной биологии. 2018; 138(2): 126–137. Diatlova AS, Dudkov AV, Linkova NS, Khavinson VKh. Molecular markers of caspase-dependent and mitochondrial apoptosis: the role of pathology and cell senescence. The successes of modern biology. 2018;138(2): 126–137. (In Russ.)
8. Электронный ресурс. Гарант: информационно-правовое обеспечение. Electronic resource. Garant: information and legal support. (In Russ.)
9. Aram L, Yacobi-Sharon K, Arama E. CDPs: Caspase-dependent non-lethal cellular processes. Cell Death Differ. 2017;24(8): 1307–1310. doi: 10.1038/cdd.2017.111
10. Eckhart L, Ballaun C, Hermann M, VandeBerg JL, Sipos W, Uthman A, Fischer H, Tschachler E. Identification of novel mammalian caspases reveals an important role of gene loss in shaping the human caspase repertoire. Mol Biol Evol. 2008;25(5): 831–841. doi: 10.1093/molbev/msn012
11. Julien O, Wells JA. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 2017;24(8): 1380–1389. doi: 10.1038/cdd.2017.44
12. Sakamaki K, Satou Y. Caspases: Evolutionary aspects of their functions in vertebrates. J Fish Biol. 2009;74(4): 727–753. doi: 10.11111/j.1095-8649.2009.02184.x
13. Yakovlev A, Khafizova M, Abdullaev Z, Loukinov D, Kondratyev A. Epigenetic regulation of caspase-3 gene expression in rat brain development. Gene. 2010;450(1-2): 103–108. doi: 10.1016/j.gene.2009.10.008
14. Бикбов М.М., Шевчук Н.Е., Халимов А.Р., Гилемзянова Л.И., Валишин И.Д. Иммунологические аспекты патогенеза кератоконуса (обзор литературы). Точка зрения. Восток–Запад. 2024;3: 40-45. Bikbov MM, Shevchuk NE, Khalimov AR, Gilemzyanova LI, Valishin I.D. The nature of the immunological response of the cornea in keratoconus (literature review). Point of view. East–West. 2024;3: 40–45. (In Russ.) doi: 10.25276/2410-1257-2024-3-40-45
15. Boland K, Flanagan L, Prehn JHM. Paracrine control of tissue regeneration and cell proliferation by Caspase-3. Cell Death Dis. 2013;4(7): e725. doi: 10.1038/cddis.2013.250
16. Eskandari E, Eaves CJ. Paradoxical roles of caspase-3 in regulating cell survival, proliferation, and tumorigenesis. J Cell Biol. 2022;221(6): e202201159. doi: 10.1083/jcb.202201159
17. Li P, Zhou L, Zhao T, Liu X, Zhang P, Liu Y, Zheng X, Li Q. Caspase-9: structure, mechanisms and clinical application. Oncotarget. 2017;8(14): 23996–24008. doi: 10.18632/oncotarget.15098
18. Zhang W, Zhu C, Liao Y, Zhou M, Xu W, Zou Z. Caspase-8 in inflammatory diseases: a potential therapeutic target. Cell Mol Biol Lett. 2024;29(1):130. doi: 10.1186/s11658-024-00646-x
19. Sitailo LA, Tibudan SS, Denning MF. Activation of caspase-9 is required for UV-induced apoptosis of human keratinocytes. J Biol Chem. 2002;277(22): 19346–19352. doi: 10.1074/jbc.M200401200
20. Okamoto M, Koga S, Tatsuka M. Differential regulation of caspase-9 by ionizing radiation- and UV-induced apoptotic pathways in thymic cells. Mutat Res. 2010;688(1–2): 78–87. doi: 10.1016/j.mrfmmm.2010.03.012
